Sie können Operatoren mit Ihrer Suchanfrage kombinieren, um diese noch präziser einzugrenzen. Klicken Sie auf den Suchoperator, um eine Erklärung seiner Funktionsweise anzuzeigen.
Findet Dokumente, in denen beide Begriffe in beliebiger Reihenfolge innerhalb von maximal n Worten zueinander stehen. Empfehlung: Wählen Sie zwischen 15 und 30 als maximale Wortanzahl (z.B. NEAR(hybrid, antrieb, 20)).
Findet Dokumente, in denen der Begriff in Wortvarianten vorkommt, wobei diese VOR, HINTER oder VOR und HINTER dem Suchbegriff anschließen können (z.B., leichtbau*, *leichtbau, *leichtbau*).
Die Lentigo maligna (LM) ist ein In-situ-Melanom chronisch aktinisch geschädigter Haut im Gesichtsbereich vorwiegend älterer Patient:innen. Spezielle Eigenschaften der Gesichtshaut, schwer abschätzbare subklinische Ausbreitung und Progression der LM sowie die Ähnlichkeit zu anderen UV-bedingten Läsionen führen zu diagnostischen und therapeutischen Herausforderungen für die LM. Zu den wichtigsten Werkzeugen der klinischen Evaluierung gehören die Dermatoskopie sowie ergänzend auch die In-vivo-Konfokalmikroskopie, während die Diagnosesicherung in der Regel durch die histopathologische Aufarbeitung in Zusammenschau mit immunhistochemischen Färbungen und klinischen Informationen erfolgt. Die Aufgabenstellungen für diese Werkzeuge umfassen neben der Primärdiagnostik auch die präoperative Planung von Resektionen, Beurteilung der Radikalität und Effektivität von Therapien sowie Evaluierung von potenziellen Rezidiven.
Der Verlag bleibt in Hinblick auf geografische Zuordnungen und Gebietsbezeichnungen in veröffentlichten Karten und Institutsadressen neutral.
Die Lentigo maligna (LM) ist eine Form des In-situ-Melanoms, das in chronisch sonnengeschädigter Haut auftritt und 10–26 % der Melanome des Gesichts- und Nackenbereichs [1] sowie 4–15 % aller kutanen Melanome ausmacht [2, 3]. Rezente Berichte messen die Inzidenz der LM zwischen 3,9 und 12,2/100.000 und sie wird als steigend beschrieben [4‐7], wobei Inzidenzzahlen zu frühen Melanomen in nationalen Krebsregistern aufgrund inkonsistenter Meldeverpflichtungen teils als nicht verlässlich betrachtet werden müssen [8].
Mit einem Prävalenzgipfel zwischen dem 65.–80. Lebensjahr sind eher ältere Menschen von LM betroffen
Anzeige
Die LM wächst deutlich langsamer als andere In-situ-Melanome und die Inzidenz für die Progression in ein (invasives) Lentigo-maligna-Melanom (LMM) lag bei einem Nachbeobachtungszeitraum von 10 Jahren kumulativ bei 0,95 % [4, 7], während die durchschnittliche Progressionsdauer bei ca. 28 Jahren eingestuft wird [9]. Kommt es zur Invasion im Sinne eines LMM, gleicht die Prognose jener von anderen Melanomen [10].
Mit einem Prävalenzgipfel zwischen dem 65. und 80. Lebensjahr sind vorwiegend ältere Menschen von LM betroffen. Weitere prädisponierende Faktoren umfassen helle Hauttypen, eine positive Anamnese von keratinozytären Karzinomen („keratinocyte carcinoma“/KC, früher auch „non-melanoma skin cancer“/NMSC) und eine Neigung zu solaren Lentigines [11, 12].
In historischen Arbeiten findet sich die Lentigo maligna noch unter Begriffen wie „(Hutchinson’s) Melanotic freckle“ [13, 14] oder „Dubreuilh’s precancerous melanosis“ [15]. In der aktuellen WHO-Klassifizierung melanozytärer Tumoren wird die Lentigo maligna dem „pathway II“ („high-CSD melanoma/lentigo maligna melanoma“) zugerechnet, und befindet sich damit neben dem superfiziell spreitenden Melanom und dem desmoplastischen Melanom in der Übergruppe der Melanome auf sonnengeschädigter Haut [16].
In modernen Klassifizierungs- und Ontologie-Systemen findet sich die Lentigo maligna als eigenständiges Konzept, wie etwa in SNOMED CT [17] (ID 302836005) sowie in der ICD-11 [18] als Diagnose (2E63.00) und Erweiterungscode (XH9KY6). In ICD-10 [19] ist sie lediglich als Melanom (C43) oder Melanoma in situ (D03) abgebildet.
Anzeige
Durch die Manifestation auf sonnenexponierter Haut erscheint die LM häufig auf dem Hintergrund UV-bedingter Läsionen wie pigmentierten aktinischen Keratosen, Lichen-planus-artigen Keratosen (LPLK) oder solaren Lentigines, die oft nur schwer voneinander zu unterscheiden sind [20, 21]. Dermatoskopie und In-vivo-Konfokalmikroskopie ermöglichen in diesem Kontext eine Erhöhung der diagnostischen Genauigkeit [22, 23] und helfen bei der Festlegung der Biopsie-Lokalisation und Abgrenzung zum gesunden Gewebe [24].
Klinische Präsentation
Die LM entsteht auf chronisch aktinisch geschädigter Haut und damit zum Großteil an Gesicht und Hals [25], seltener sind Manifestationen außerhalb dieser Bereiche [26], welche teils auch als lentiginös wachsende Melanome beschrieben werden [27].
Die LM entsteht auf chronisch aktinisch geschädigter Haut und damit zum Großteil an Gesicht und Hals
Zu Beginn präsentiert sich die LM als kleine, dunkelbraun-schwarze Makula, jedoch sind auch hypo- und amelanotische Formen möglich. Durch langsames, asymmetrisches Wachstum, unterschiedliche Pigmentierung und fokale Regression mit Farbveränderungen ergibt sich üblicherweise ein landkartenartiges, scheckiges Erscheinungsbild. An der Kopfhaut kann die Repigmentierung von bereits ergrautem Haar ein frühes Zeichen einer LM darstellen [28].
Etwa die Hälfte der LM sind zum Biopsiezeitpunkt bereits >10 mm im Durchmesser [29]. Im Gegensatz zu den meisten Differenzialdiagnosen (siehe unten) ist die Lentigo maligna selbst in der Regel nicht tastbar, der Übergang in ein invasives Melanom kann klinisch durch eine papulöse, noduläre oder plaqueartige Vorwölbung gekennzeichnet sein [24, 30].
Zu den relevantesten klinischen Differenzialdiagnosen zählen solare Lentigines (SL), seborrhoische Keratosen (SK), Lichen-planus-artige Keratosen (LPLK; SL oder SK mit lichenoider Entzündung und Regression) und pigmentierte aktinische Keratosen (pAK). Solare Lentigines präsentieren sich in der Regel als multiple hell- bis dunkelbraune Maculae, seborrhoische Keratosen als hell- bis dunkelbraune/schwarze Papeln oder Plaques mit scharfer Begrenzung, und teils verruköser Oberfläche [24].
Speziell in der haartragenden Kopfhaut können seborrhoische Keratosen teils unregelmäßige Pigmentierung zeigen und eine große Fläche einnehmen. Die LPLK kann sich als rötliche, teils auch unregelmäßig grau pigmentierte Plaque zeigen, und wird oft mit der Differenzialdiagnose Basalzellkarzinom biopsiert [31]. Pigmentierte aktinische Keratosen haben eine schuppige, raue und pigmentierte Oberfläche und treten bevorzugt in sonnenexponierter Haut, insbesondere im Gesicht, auf.
Wood-Licht
Die Wood-Lampe emittiert langwelliges UV-Licht und findet für diverse diagnostische Zwecke in der Dermatologie Anwendung [32]. Unter anderem wird es von epidermalem Melanin absorbiert und nur gering reflektiert, wodurch oberflächlich (de)pigmentierte Läsionen besser abgrenzbar werden. Neben der Beurteilung der Begrenzung der LM/LMM vor chirurgischer Exzision [33, 34], hat sich die Wood-Lampe auch bei der Abschätzung der Begrenzung anderer In-situ-Melanome vor der Biopsie [35] prinzipiell hilfreich gezeigt. Für die präoperative Planung und Beurteilung der subklinischen Ausbreitung nach bereits erfolgter Biopsie von In-situ-Melanomen ist Wood-Licht jedoch vermutlich nicht präzise genug, da aktivierte Melanozyten und benigne pigmentierte Läsionen in umgebend aktinisch geschädigter Haut zu falsch-positiven Ergebnissen führen [33].
Anzeige
Dermatoskopie
Die Dermatoskopie ist eine nichtinvasive, kosten- und zeiteffiziente Methode zur Diagnostik von Hauttumoren und entzündlichen Dermatosen. Die ersten umfassenden Beschreibungen zur dermatoskopischen Diagnostik der Lentigo maligna erfolgten vor fast 25 Jahren von Wilhelm Stolz [23, 36], und die Methodik hat sich der Wood-Licht-Lampe bei der Abgrenzung der LM überlegen gezeigt [37].
Beim Beurteilen von Gesichtshautläsionen muss die Mikroanatomie des Gesichts berücksichtigt werden
Um Läsionen der Gesichtshaut generell zu beurteilen, muss die spezielle Mikroanatomie des Gesichts in Betracht gezogen werden: Zahlreiche Haarfollikel und Schweißdrüsenausgänge finden sich auf dem Hintergrund einer dünnen Epidermis ohne Reteleisten. Damit zeigen sich pigmentierte Hautveränderungen grundsätzlich als strukturlose Areale unterbrochen von nichtpigmentierten Follikelindunfibula [23, 36]. Auf Basis dieser Grundstruktur sind für die LM und LMM folgende diagnostische Kriterien beschrieben [38]:
Graue Kreise: Melanozyten, welche sich im Follikelepithel des Gesichtsbereichs sammeln und hier teils in die Tiefe reichen, führen zu dermatoskopisch sichtbaren grauen Pigmenten als Kreise. Finden sich diese über die gesamte Läsion als Muster auf homogen braunem strukturlosem Hintergrund, ist dies nahezu beweisend für eine Lentigo maligna ([20]; Abb. 1a). Graue Kreise können sich alternativ auch als inkomplette Kreise („asymmetric pigmented follicular openings“, APFO) zeigen [24, 29] und „granulär“ auftreten, wenn sich Melanozyten zu Nestern formen und Melanophagen in der oberen Dermis liegen, wobei Letztere dann auch zwischen den Follikeln zu liegen kommen können („anulär-granuläres Muster“ [23, 36]; Abb. 1b). Eine seltene, aber spezifische Spielart sind konzentrische Kreise [20, 29, 39].
Polygonale Linien: Graue oder braune Linien, die einander kreuzen, und Adnexöffnungen umgebend polygonale Formen bilden, sind ein diagnostisches Kriterium für Lentigo maligna (Abb. 1c). Je nach anatomischer Lokalisation oder unvollständiger Polygonen wurde dieses Muster auch als „rhomboidale“ Strukturen oder „Zig-zag-Muster“ bezeichnet [20, 29, 36, 38], während mit polygonalen Strukturen [27] und verzweigten Linien [40] eher pigmentierte Linien im Kontext von Melanomen außerhalb des Gesichts beschrieben werden [41]. Aus Sicht der Autoren handelt es sich lediglich um unterschiedliche Begriffe desselben Phänomens, wobei das histologische Korrelat vermutlich konfluierende atypische Melanozyten in der Junktionszone mit darunterliegenden Melanophagen der papillären Dermis sind [42].
Graue Strukturen: Eine retrospektive Studie konnte zeigen, dass jegliche graue Strukturen im Gesichtsbereich ein – nichtspezifischer – Hinweis für Lentigo maligna sind. Es ist wichtig zu betonen, dass dies nicht für Pigmentläsionen am Rest des Körpers, insbesondere des Rumpfes, gilt, wo dermatoskopisch sichtbare graue Pigmentierung häufig zu finden ist.
Abb. 1
Dermatoskopische Kriterien der Lentigo maligna, agraue Kreise auf strukturlos hellbraunem Hintergrund, bgraue Punkte und Schollen („granuläre“ Strukturen/Kreise), und c polygonale Linien
Wenngleich diese diagnostischen Kriterien hilfreich zur Detektion der LM sind, sind sie jedoch nicht spezifisch für diese Diagnose. Auch dermatoskopisch gibt es eine signifikante Überlappung zu klinischen Differenzialdiagnosen [20]: Pigmentierte aktinische Keratosen können ebenfalls polygonale Linien und inkomplette pigmentierte Kreise zeigen, sind aber durch eine scharfe Pigmentbegrenzung, Schuppung und weiße Kreise abgrenzbar. Lichen-planus-artige Keratosen sind nur sehr schwer von der LM abzugrenzen, am ehesten spricht das Vorhandensein grauer Strukturen für die LM, zeigte in dieser Unterscheidung jedoch nur eine Spezifität von 41 %. Seborrhoische Keratosen, Nävi und pigmentierte Basalzellkarzinome lassen sich durch konventionelle dermatoskopische Kriterien unterscheiden.
Anzeige
Aufgrund dieser vielen Überschneidungen in der dermatoskopischen Erscheinung der LM zu genannten anderen Läsionen wurde eine Vielzahl von Algorithmen als Hilfestellung entwickelt. Während manche sich auf die Kombination von Kriterien stützen, die auf eine LM hinweisen (z. B. Micantonio et al. [43]), ist es auch möglich, die Entscheidung zur Verdachtsdiagnose LM über ein Ausschlussverfahren zu stellen – sofern bei einer Pigmentläsion keine Kriterien großflächig gefunden werden, die auf eine andere Diagnose hindeuten (Schuppen, weiße Kreise/Follikel, Erythem/retikuläre Gefäße, retikuläre/parallel-gebogene Linien, strukturlose braune Pigmentierung, scharfe Begrenzung und typische Kriterien für seborrhoische Keratosen; [44]).
Mit Weiterentwicklungen der Dermatoskopie in Richtung UV-Licht [45‐48] und „super-high magnification“ [49] wurden experimentell Lentigo-maligna-Fälle untersucht – der Praxisnutzen ist aktuell jedoch noch nicht ausreichend zu bewerten.
In-vivo-Konfokalmikroskopie
Die In-vivo-Konfokalmikroskopie („in vivo reflectance confocal microscopy“, RCM) ist ein nichtinvasives bildgebendes Verfahren, das die mikroskopische Untersuchung lebenden Gewebes in Echtzeit ermöglicht, indem es hochauflösende, quasi-histologische Bilder der obersten Hautschichten im Querschnitt erzeugt. Dabei kommt ein Diodenlaser im Nah-Infrarotbereich mit niedriger Intensität zur Anwendung [50]. Zur Visualisierung von Strukturen ist man hauptsächlich auf Reflektierung und Autofluoreszenz von vorhandenen Strukturen, wie z. B. Melanin, angewiesen.
Mehrere Studien ergaben, dass sich die RCM für die Diagnostik der LM gut eignet
Anzeige
Mehrere Studien ergaben, dass sich die RCM für die Diagnostik der LM gut eignet [22, 51‐59], der potenzielle Nutzen dieser Methode ist auch bereits für (andere) Melanome beschrieben [53, 60‐62]. Diagnostische Kriterien für eine Lentigo maligna sind unscharf begrenzte Papillen, große runde pagetoide Zellen, atypische Zellen an der Junktionszone, follikuläre Lokalisation pagetoider Zellen [53] sowie auch dendritische Zellen [56, 58]. Die Unterscheidung zu einem invasiven LMM ist nicht hinreichend möglich, da kernhaltige Zellen innerhalb der dermalen Papille konfokalmikroskopisch sowohl in LM als auch LMM vorkommen [53, 58].
Aufgrund der meist unscharfen Begrenzung der LM kann es herausfordernd sein, die subklinische Ausbreitung präoperativ zu erfassen, weswegen es häufig zu unvollständiger Exzision und Rezidiven kommt [22]. Die bevorzugte Lokalisation im Gesicht, als kosmetisch und funktionell komplexes Areal, macht eine restriktive Planung der Exzision jedoch besonders wichtig [22, 63, 64].
Eine präoperative Abschätzung kann helfen, Operationsschritte bestmöglich zu planen
Ein Sicherheitsabstand von 5 mm bei einmaliger Exzision ist für die komplette Entfernung von LM oft nicht ausreichend [65‐69], aus diesem Grund werden oft mehrstufige Exzisionsverfahren verwendet, um unter histologischer Kontrolle eine vollständige Entfernung sicherzustellen [65, 70]. Eine präoperative Abschätzung kann hier jedenfalls helfen, Operationsschritte bestmöglich zu planen und bei einstufigen Verfahren die Rezidivrate sowie funktionelle Beeinträchtigungen zu minimieren. Mehrere Studien haben die Nutzbarkeit der RCM zur Abschätzung der Ausbreitung und Begrenzung der LM untersucht [51, 52, 54‐56].
Navarrete-Dechent et al. [22] haben rezent in einem prospektiven Studiendesign mit 72 bioptisch gesicherten LM/LMM-Patienten gezeigt, dass die mittels Konfokalmikroskopie ermittelte subklinische Ausbreitung der Läsionen signifikant mit den histopathologisch identifizierten Begrenzungen korreliert. Die diagnostische Genauigkeit für die Erkennung von verbliebenem LM/LMM-Gewebe (nach Biopsie) mittels Konfokalmikroskopie wies eine Sensitivität von 96,7 % und eine Spezifität von 66,7 % im Vergleich zur Histopathologie auf. Die Randbewertung durch Konfokalmikroskopie zeigte eine Gesamtübereinstimmung mit der endgültigen Histopathologie von 85,9 %.
Während die genannten Anwendungen der RCM jedenfalls spannend sind, so ist die Verfügbarkeit von Geräten, sowie entsprechend geschulten Personal in der Regel nur Referenzzentren vorbehalten. Die Praxisrelevanz für die meisten klinisch tätigen Ärzt:innen ergibt sich also aus der Überweisung zu dieser Untersuchungsmethode bei besonders komplexen Fällen. Die als Weiterentwicklung zu betrachtende „line-field confocal optical coherence tomography“ (LF-OCT) wird bereits zur Diagnostik von LM getestet [71], die Bedeutung für den klinischen Alltag ist hier jedoch noch nicht sicher zu bewerten.
Histologie
Histopathologisch ist die LM durch asymmetrische, unscharf begrenzte Proliferation atypischer Melanozyten im Basalzelllager der Epidermis gekennzeichnet, die ungleiche Abständen zueinander haben, sich „pagetoid“ ausbreiten (in höheren Epidermisschichten liegen), unregelmäßig Nester formen und insbesondere auch in Follikelepithelien zu finden sind. Entsprechend dem klinischen Kontext finden sich in der Regel auch Zeichen des aktinischen Schadens, wie solare Elastose und atrophe Epidermis [72‐76].
Die Differenzierung zwischen LM und benignen Veränderungen kann herausfordernd sein
Die histopathologische Differenzierung zwischen LM und benignen Veränderungen, wie einer melanozytären Hyperplasie aktinisch geschädigter Haut, kann herausfordernd sein [76‐80], insbesondere wenn nur ein kleiner Teil der Läsion biopsiert wurde (z. B. Stanzbiopsie; [81]). Aufgrund der üblichen Lage der LM im Gesichtsbereich und oftmals bereits beachtlicher Größe wird initial jedoch meist nur eine partielle und keine Exzisionsbiopsie durchgeführt [82].
Erwähnenswert ist, dass sich bei initialer Diagnose einer LM auf Basis partieller Biopsien in 9 % [83] bis 20 % [82] nach vollständiger Exzision eine invasive Komponente (LMM) finden lässt. Aouidad et al. [82] formulierten zwei unabhängige histopathologische Indikatoren für Invasivität (LMM) bei partiellen LM-Biopsien: pagetoide Ausbreitung von Tumorzellen und zumindest moderate dermale Entzündung. Außerdem spricht histologische Regression für eine mögliche Invasion [84]. Moreno et al. [76] assoziierten zudem reihenbildende Melanozyten, subepidermale Spaltbildung, Melanozytennester und gering ausgeprägte solare Elastose mit dem Vorhandensein einer invasiven Komponente.
Die richtige Biopsietechnik ist neben der Invasivitätsabschätzung auch für eine akkurate Diagnosestellung relevant. Um eine Unterschätzung der Läsion zu vermeiden, sollten mehrere Stanzbiopsien oder eine breite sowie ausreichend tiefe Shave-Biopsie entnommen werden, wobei die exakte Methode selbst unter Expert:innen diskutiert wird [2]. Eine singuläre Stanzbiopsie kann im Vergleich zu einer Exzisionsbiopsie zu einer histopathologischen Fehldiagnose oder auch einer fehlerhaften Stadieneinteilung führen [85].
Die richtige Biopsietechnik ist für eine akkurate Diagnosestellung relevant
Shave-Biopsien waren verglichen mit Exzisionsbiopsien zwar nicht mit den genannten unerwünschten Folgen assoziiert, sehr wohl aber mit Fehldiagnosen und fehlerhafter Stadieneinteilung – jedoch in geringerem Ausmaß als bei einer singulären Stanzbiopsie. Allgemein sollte die Biopsie die auffälligste oder dickste Stelle beinhalten, um potenzielle Invasionen am ehesten feststellen zu können [86] bzw. sollte die optimale Biopsie-Lokalisation mittels Dermatoskopie und/oder In-vivo-Konfokalmikroskopie ermittelt werden [87, 88].
Da die diagnostische Genauigkeit von Dermatopatholog:innen in der Beurteilung von melanozytären Läsionen ohne Zusatzinformationen divergenter und ungenauer ist [89], sollten bei der Verdachtsdiagnose einer LM auch klinische und dermatoskopische Bilder zur Verfügung gestellt werden, um eine integrative Beurteilung zu ermöglichen [2].
Immunhistochemie
Ergänzend zur konventionellen Hämatoxylin/Eosin(HE)-Färbung werden oft immunhistochemische Färbungen (IHC) angefertigt, Marker wie Melan A, SOX10, HMB45 und MITF1 werden eingesetzt, da sie Melanozyten identifizieren können [80]. Melan A ist ein besonders sensitiver Marker, detektiert jedoch auch pigmentierte Keratinozyten, entzündungsbedingt veränderte Keratinozyten und Melanophagen [79, 90‐92].
Dementsprechend kann hier die Dichte intraepidermaler Melanozyten erheblich überschätzt werden und zu falsch-positiven Diagnosen führen, nicht zuletzt durch die Anfärbung pseudomelanozytärer Nester in eigentlich lichenoiden Reaktionen chronisch aktinisch geschädigter Haut [90, 93‐95]. SOX10 und MITF färben die Zellkerne der Melanozyten und ermöglichen eine präzisere Einschätzung der melanozytären Morphologie und Dichte [79, 93, 96, 97]. Zusammenfassend muss betont werden, dass alle genannten Marker nicht zwischen benignen und malignen Melanozyten unterscheiden, sondern lediglich die qualitativ-morphologische Betrachtung unterstützen [98].
PRAME („preferentially expressed antigen in melanoma“) hingegen ist bei melanozytären Läsionen mit durchgehender und intensiver Expression relativ spezifisch für das Melanom, wodurch es sich potenziell für die Differenzierung zwischen gut- und bösartigen melanozytären Läsionen eignet [99, 100]. Wakefield et al. [101] zeigten für Melanome im Kontext von chronisch aktinischem Schaden und akralen Läsionen eine hohe Sensitivität und Spezifität von PRAME in invasiven (100 %) und in situ (77 %) malignen melanozytären Läsionen. In jener Studie wiesen 80 % der analysierten LMM eine diffuse PRAME-Expression auf. De Wet et al. [80] verglichen rezent die Beurteilung von LM-Exzisionsrändern durch IHC mit PRAME und SOX10 und IHC mit Melan A und konventioneller HE-Färbung. Dabei stellte sich SOX10 im Vergleich zu Melan A als sensitiver und spezifischer heraus, und PRAME als nützliche Ergänzung zum Ausschluss oder Detektion von LM.
Einhaltung ethischer Richtlinien
Interessenkonflikt
P. Tschandl: Fördermittel: Lilly; Referententätigkeit: FotoFinder, Lilly, AbbVie. K. Pustelnik gibt an, dass kein Interessenkonflikt besteht.
Für diesen Beitrag wurden von den Autor/-innen keine Studien an Menschen oder Tieren durchgeführt. Für die aufgeführten Studien gelten die jeweils dort angegebenen ethischen Richtlinien.
Open Access Dieser Artikel wird unter der Creative Commons Namensnennung 4.0 International Lizenz veröffentlicht, welche die Nutzung, Vervielfältigung, Bearbeitung, Verbreitung und Wiedergabe in jeglichem Medium und Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle ordnungsgemäß nennen, einen Link zur Creative Commons Lizenz beifügen und angeben, ob Änderungen vorgenommen wurden.
Die in diesem Artikel enthaltenen Bilder und sonstiges Drittmaterial unterliegen ebenfalls der genannten Creative Commons Lizenz, sofern sich aus der Abbildungslegende nichts anderes ergibt. Sofern das betreffende Material nicht unter der genannten Creative Commons Lizenz steht und die betreffende Handlung nicht nach gesetzlichen Vorschriften erlaubt ist, ist für die oben aufgeführten Weiterverwendungen des Materials die Einwilligung des jeweiligen Rechteinhabers einzuholen.
Greveling K, Wakkee M, Nijsten T et al (2016) Epidemiology of Lentigo Maligna and Lentigo Maligna Melanoma in the Netherlands, 1989–2013. J Invest Dermatol 136:1955–1960PubMedCrossRef
5.
Guitera P, Collgros H, Madronio CM et al (2019) The steadily growing problem of lentigo maligna and lentigo maligna melanoma in Australia: Population-based data on diagnosis and management. Australas J Dermatol 60:118–125PubMedCrossRef
6.
Matas-Nadal C, Malvehy J, Ferreres JR et al (2019) Increasing incidence of lentigo maligna and lentigo maligna melanoma in Catalonia. Int J Dermatol 58:577–581PubMedCrossRef
7.
Chen Q, Zheng M, Ling C (2024) Incidence trends of lentigo maligna and lentigo maligna melanoma in the United States from 2000 to 2019. Int J Dermatol 63:647–654PubMedCrossRef
8.
Monshi B, Vujic M, Kivaranovic D et al (2016) The burden of malignant melanoma—Lessons to be learned from Austria. Eur J Cancer 56:45–53PubMedCrossRef
9.
Menzies SW, Liyanarachchi S, Coates E et al (2020) Estimated risk of progression of lentigo maligna to lentigo maligna melanoma. Melanoma Res 30:193–197PubMedCrossRef
10.
Florell SR, Boucher KM, Leachman SA et al (2003) Histopathologic Recognition of Involved Margins of Lentigo Maligna Excised by Staged Excision. Arch Dermatol 139:595–604PubMedCrossRef
11.
Kvaskoff M, Siskind V, Green AC (2012) Risk factors for lentigo maligna melanoma compared with superficial spreading melanoma: a case-control study in Australia. Arch Dermatol 148:164–170PubMedCrossRef
12.
Gaudy-Marqueste C, Madjlessi N, Guillot B et al (2009) Risk Factors in Elderly People for Lentigo Maligna Compared With Other Melanomas. Arch Dermatol 145(4):418–423PubMedCrossRef
Green A, Little JH, Weedon D (1983) The diagnosis of Hutchinson’s melanotic freckle (lentigo maligna) in Queensland. Pathology 15:33–35PubMedCrossRef
15.
Kaminsky A, Daitsch J, Abulafia J (1959) Dubreuilh’s precancerous melanosis (Hutchinson’s malignant lentigo). Rev Asoc Med Argent 73:421–423PubMed
16.
Bastian BC, Lazar AJ, Scolyer RA et al (2023) Skin tumours—Melanocytic neplasms. In: WHO Classification of Tumours, 5. Aufl. International Agency for Research on Cancer,
Harrison JE, Weber S, Jakob R, Chute CG (2021) ICD-11: an international classification of diseases for the twenty-first century. BMC Med Inform Decis Mak 21:206PubMedPubMedCentralCrossRef
19.
World Health Organization (1992) The ICD-10 classification of mental and behavioural disorders : clinical descriptions and diagnostic guidelines. World Health Organization, Genève, Switzerland
20.
Tschandl P, Rosendahl C, Kittler H (2015) Dermatoscopy of flat pigmented facial lesions. J Eur Acad Dermatol Venereol 29:120–127PubMedCrossRef
21.
Pralong P, Bathelier E, Dalle S et al (2012) Dermoscopy of lentigo maligna melanoma: report of 125 cases. Br J Dermatol 167:280–287PubMedCrossRef
22.
Navarrete-Dechent C, Cordova M, Aleissa S et al (2023) Lentigo maligna melanoma mapping using reflectance confocal microscopy correlates with staged excision: A prospective study. J Am Acad Dermatol 88:371–379PubMedCrossRef
23.
Schiffner R, Schiffner-Rohe J, Vogt T et al (2000) Improvement of early recognition of lentigo maligna using dermatoscopy. J Am Acad Dermatol 42:25–32PubMedCrossRef
24.
Iznardo H, Garcia-Melendo C, Yélamos O (2020) Lentigo Maligna: Clinical Presentation and Appropriate Management. Clin Cosmet Investig Dermatol 13:837–855PubMedPubMedCentralCrossRef
25.
Fröhlich SM, Cazzaniga S, Kaufmann LS et al (2019) A Retrospective Cohort Study on Patients with Lentigo Maligna Melanoma. Dermatology 235:340–345PubMedCrossRef
26.
Wee E, Wolfe R, Mclean C et al (2020) The anatomic distribution of cutaneous melanoma: A detailed study of 5141 lesions. Australas J Dermatol 61:125–133PubMedCrossRef
27.
Keir J (2014) Dermatoscopic features of cutaneous non-facial non-acral lentiginous growth pattern melanomas. Dermatol Pract Concept 4:77–82PubMedPubMedCentralCrossRef
28.
Chan C, Magro CM, Pham AK et al (2019) Spontaneous Hair Repigmentation in an 80-Year-Old Man: A Case of Melanoma-Associated Hair Repigmentation and Review of the Literature. Am J Dermatopathol 41:671–674PubMedCrossRef
29.
Tiodorovic-Zivkovic D, Argenziano G, Lallas A et al (2015) Age, gender, and topography influence the clinical and dermoscopic appearance of lentigo maligna. J Am Acad Dermatol 72:801–808PubMedCrossRef
30.
Davis J, Pack GT, Higgins GK (1967) Melanotic freckle of Hutchinson. Am J Surg 113:457–463PubMedCrossRef
Mojeski JA, Almashali M, Jowdy P et al (2020) Ultraviolet imaging in dermatology. Photodiagnosis Photodyn Ther 30:101743PubMedCrossRef
33.
Walsh SB, Varma R, Raimer D et al (2015) Utility of Wood’s light in margin determination of melanoma in situ after excisional biopsy. Dermatol Surg 41:572–578PubMedCrossRef
34.
Atwan AA, Ziaj S, Mills CM (2020) Defining surgical margins with wood lamp. Dermatol Pract Concept 10:e2020018PubMed
35.
Robinson JK (1994) Margin control for lentigo maligna. J Am Acad Dermatol 31:79–85PubMedCrossRef
Robinson JK (2004) Use of digital epiluminescence microscopy to help define the edge of lentigo maligna. Arch Dermatol 140:1095–1100PubMedCrossRef
38.
Kittler H, Marghoob AA, Argenziano G, Carrera C, Curiel-Lewandrowski C, Hofmann-Wellenhof R, Malvehy J, Menzies S, Puig S, Rabinovitz H, Stolz W, Saida T, Soyer HP, Siegel E, Stoecker W, Scope A, Tanaka M, Thomas L, Tschandl P, Zalaudek I, Halpern A (2016) Standardization of terminology in dermoscopy/ dermatoscopy: Results of the third consensus conference of the International Society of Dermoscopy. J Am Acad Dermatol 74:1093–1106PubMedPubMedCentralCrossRef
39.
Lallas A, Argenziano G, Moscarella E et al (2014) Diagnosis and management of facial pigmented macules. Clin Dermatol 32:94–100PubMedCrossRef
40.
Jaimes N, Marghoob AA, Rabinovitz H, Braun RP, Cameron A, Rosendahl C, Canning GJK (2015) Clinical and dermoscopic characteristics of melanomas on nonfacial chronically sun-damaged skin. J Am Acad Dermatol 72:1027–1035PubMedCrossRef
41.
Martínez-Leboráns L, Garcías-Ladaria J, Oliver-Martínez V, Alegre de Miquel V (2016) Extrafacial Lentigo Maligna: A Report on 14 Cases and a Review of the Literature. Actas Dermosifiliogr 107:e57–e63PubMedCrossRef
42.
Vanden Daelen A, Ferreira I, Marot L, Tromme I (2016) A digital dermoscopy follow-up illustration and a histopathologic correlation for angulated lines in extrafacial lentigo maligna. JAMA Dermatol 152:200–203PubMedCrossRef
43.
Micantonio T, Neri L, Longo C et al (2018) A new dermoscopic algorithm for the differential diagnosis of facial lentigo maligna and pigmented actinic keratosis. Eur J Dermatol 28:162–168PubMedCrossRef
44.
Tschandl P, Gambardella A, Boespflug A et al (2017) Seven Non-melanoma Features to Rule Out Facial Melanoma. Acta Derm Venereol 97:1219–1224PubMedCrossRef
45.
Sano T, Minagawa A, Suzuki R et al (2021) Dermoscopy with near-ultraviolet light highlights the demarcation of melanin distribution in cutaneous melanoma. J Am Acad Dermatol 84:e23–e24PubMedCrossRef
46.
Shu J, Yamamoto Y, Aoyama K et al (2022) Assessment of malignant melanoma lesions using violet-light dermoscopy: A case report. J Dermatol 49:710–713PubMedPubMedCentralCrossRef
47.
Navarrete-Dechent C, Pietkiewicz P, Dusza SW et al (2023) Ultraviolet-induced fluorescent dermoscopy for biopsy site identification prior to dermatologic surgery: A retrospective study. J Am Acad Dermatol 89:841–843PubMedCrossRef
48.
Minagawa A, Meling MT, Koga H, Okuyama R (2023) Near-ultraviolet Light Dermoscopy for Identification of Pigmented Skin Tumours. Acta Derm Venereol 103:adv876PubMedCrossRef
Rajadhyaksha M, Marghoob A, Rossi A et al (2017) Reflectance confocal microscopy of skin in vivo: From bench to bedside. Lasers Surg Med 49:7–19PubMedCrossRef
51.
Pellacani G, De Carvalho N, Ciardo S et al (2018) The smart approach: feasibility of lentigo maligna superficial margin assessment with hand-held reflectance confocal microscopy technology. J Eur Acad Dermatol Venereol 32:1687–1694PubMedCrossRef
52.
Guitera P, Moloney FJ, Menzies SW et al (2013) Improving management and patient care in lentigo maligna by mapping with in vivo confocal microscopy. JAMA Dermatol 149:692–698PubMedCrossRef
53.
Guitera P, Pellacani G, Crotty KA et al (2010) The impact of in vivo reflectance confocal microscopy on the diagnostic accuracy of lentigo maligna and equivocal pigmented and nonpigmented macules of the face. J Invest Dermatol 130:2080–2091PubMedCrossRef
54.
Chen C‑SJ, Elias M, Busam K et al (2005) Multimodal in vivo optical imaging, including confocal microscopy, facilitates presurgical margin mapping for clinically complex lentigo maligna melanoma. Br J Dermatol 153:1031–1036PubMedCrossRef
55.
Menge TD, Hibler BP, Cordova MA et al (2016) Concordance of handheld reflectance confocal microscopy (RCM) with histopathology in the diagnosis of lentigo maligna (LM): A prospective study. J Am Acad Dermatol 74:1114–1120PubMedCrossRef
56.
Yélamos O, Cordova M, Blank N et al (2017) Correlation of handheld reflectance confocal microscopy with radial video mosaicing for margin mapping of lentigo maligna and lentigo maligna melanoma. JAMA Dermatol 153:1278–1284PubMedPubMedCentralCrossRef
57.
Cinotti E, Fiorani D, Labeille B et al (2019) The integration of dermoscopy and reflectance confocal microscopy improves the diagnosis of lentigo maligna. J Eur Acad Dermatol Venereol 33:e372–e374PubMedCrossRef
58.
Champin J, Perrot J‑L, Cinotti E et al (2014) In vivo reflectance confocal microscopy to optimize the spaghetti technique for defining surgical margins of lentigo maligna. Dermatol Surg 40:247–256PubMedCrossRef
59.
Navarrete-Dechent C, Aleissa S, Cordova M et al (2020) Incompletely excised lentigo maligna melanoma is associated with unpredictable residual disease: clinical features and the emerging role of reflectance confocal microscopy. J Eur Acad Dermatol Venereol 34:2280–2287PubMedPubMedCentralCrossRef
60.
Guitera P, Pellacani G, Longo C et al (2009) In vivo reflectance confocal microscopy enhances secondary evaluation of melanocytic lesions. J Invest Dermatol 129:131–138PubMedCrossRef
61.
Pellacani G, Guitera P, Longo C et al (2007) The impact of in vivo reflectance confocal microscopy for the diagnostic accuracy of melanoma and equivocal melanocytic lesions. J Invest Dermatol 127:2759–2765PubMedCrossRef
62.
Wurm E, Pellacani G, Longo C et al (2017) The value of reflectance confocal microscopy in diagnosis of flat pigmented facial lesions: a prospective study. J Eur Acad Dermatol Venereol 31:1349–1354PubMedCrossRef
63.
Rigual NR, Popat SR, Jayaprakash V et al (2008) Cutaneous head and neck melanoma: the old and the new. Expert Rev Anticancer Ther 8:403–412PubMedCrossRef
64.
Hoersch B, Leiter U, Garbe C (2006) Is head and neck melanoma a distinct entity? A clinical registry-based comparative study in 5702 patients with melanoma: Is head and neck melanoma a distinct entity? Br J Dermatol 155:771–777PubMedCrossRef
65.
Hazan C, Dusza SW, Delgado R et al (2008) Staged excision for lentigo maligna and lentigo maligna melanoma: A retrospective analysis of 117 cases. J Am Acad Dermatol 58:142–148PubMedCrossRef
66.
Agarwal-Antal N, Bowen GM, Gerwels JW (2002) Histologic evaluation of lentigo maligna with permanent sections: implications regarding current guidelines. J Am Acad Dermatol 47:743–748PubMedCrossRef
67.
Kunishige JH, Doan L, Brodland DG, Zitelli JA (2019) Comparison of surgical margins for lentigo maligna versus melanoma in situ. J Am Acad Dermatol 81:204–212PubMedCrossRef
68.
Karanetz I, Stanley S, Knobel D et al (2016) Melanoma extirpation with immediate reconstruction: The oncologic safety and cost savings of single-stage treatment. Plast Reconstr Surg 138:256–261PubMedCrossRef
69.
Navarrete-Dechent C, Aleissa S, Ariyan C et al (2019) Comment on “Comparison of surgical margins for lentigo maligna versus melanoma in situ. J Am Acad Dermatol 81:e115–e116PubMedCrossRef
70.
Kelley LC, Starkus L (2002) Immunohistochemical staining of lentigo maligna during Mohs micrographic surgery using MART‑1. J Am Acad Dermatol 46:78–84PubMedCrossRef
71.
Verzì AE, Broggi G, Caltabiano R et al (2023) Line-field confocal optical coherence tomography of lentigo maligna with horizontal and vertical histopathologic correlations. J Cutan Pathol 50:118–122PubMedCrossRef
72.
Kvaskoff M, Pandeya N, Green AC et al (2015) Solar elastosis and cutaneous melanoma: a site-specific analysis: Solar elastosis and cutaneous melanoma. Int J Cancer 136:2900–2911PubMedCrossRef
73.
Farrahi F, Egbert BM, Swetter SM (2005) Histologic similarities between lentigo maligna and dysplastic nevus: importance of clinicopathologic distinction. J Cutan Pathol 32:405–412PubMedCrossRef
74.
Connolly KL, Giordano C, Dusza S et al (2019) Follicular involvement is frequent in lentigo maligna: Implications for treatment. J Am Acad Dermatol 80:532–537PubMedCrossRef
75.
Navarrete-Dechent C, Aleissa S, Connolly K et al (2021) Clinical size is a poor predictor of invasion in melanoma of the lentigo maligna type. J Am Acad Dermatol 84:1295–1301PubMedCrossRef
76.
Moreno A, Manrique-Silva E, Virós A et al (2019) Histologic features associated with an invasive component in lentigo maligna lesions. JAMA Dermatol 155:782–788PubMedPubMedCentralCrossRef
77.
Barlow JO, Maize J Sr, Lang PG (2007) The density and distribution of melanocytes adjacent to melanoma and nonmelanoma skin cancers. Dermatol Surg 33:199–207PubMed
78.
Weyers W, Bonczkowitz M, Weyers I et al (1996) Melanoma in situ versus melanocytic hyperplasia in sun-damaged skin. Assessment of the significance of histopathologic criteria for differential diagnosis. Am J Dermatopathol 18:560–566PubMedCrossRef
79.
Speiser J, Tao J, Champlain A et al (2019) Is melanocyte density our last hope? Comparison of histologic features of photodamaged skin and melanoma in situ after staged surgical excision with concurrent scouting biopsies. J Cutan Pathol 46:555–562PubMedCrossRef
80.
de Wet J, du Plessis PJ, Schneider JW (2023) Staged Excision of Lentigo Maligna of the Head and Neck: Assessing Surgical Excision Margins With Melan A, SOX10, and PRAME Immunohistochemistry. Am J Dermatopathol 45:107–112PubMedCrossRef
Aouidad I, Fargeas C, Romero P et al (2019) Histologic predictors of invasion in partially biopsied lentigo maligna melanoma. J Am Acad Dermatol 80:1150–1152PubMedCrossRef
83.
Zoutendijk J, Tio D, Koljenovic S, van den Bos RR (2019) Nine per cent of biopsy-proven lentigo maligna lesions are reclassified as lentigo maligna melanoma after surgery. Br J Dermatol 181:383–384PubMedPubMedCentralCrossRef
84.
Ocanha-Xavier JP, Xavier-Junior JCC, Marques MEA (2018) Melanoma: clinical, evolutive and histopathological characteristics of a series of 136 cases. An Bras Dermatol 93:373–376PubMedPubMedCentralCrossRef
85.
Ng JC, Swain S, Dowling JP et al (2010) The impact of partial biopsy on histopathologic diagnosis of cutaneous melanoma: experience of an Australian tertiary referral service: Experience of an Australian tertiary referral service. Arch Dermatol 146:234–239PubMedCrossRef
86.
Karponis D, Stratigos IA, Joshy J et al (2024) Lentigo maligna: a review. Clin Exp Dermatol 49:218–225PubMedCrossRef
87.
Navarrete-Dechent C, Cordova M, Liopyris K et al (2020) Reflectance confocal microscopy and dermoscopy aid in evaluating repigmentation within or adjacent to lentigo maligna melanoma surgical scars. J Eur Acad Dermatol Venereol 34:74–81PubMedCrossRef
88.
Navarrete-Dechent C, Cordova M, Sahu A et al (2021) Optical imaging guided- “precision” biopsy of skin tumors: a novel approach for targeted sampling and histopathologic correlation. Arch Dermatol Res 313:517–529PubMedCrossRef
89.
Ferrara G, Argenyi Z, Argenziano G et al (2009) The influence of clinical information in the histopathologic diagnosis of melanocytic skin neoplasms. PLoS ONE 4:e5375PubMedPubMedCentralCrossRef
90.
Beltraminelli H, El Shabrawi-Caelen L, Kerl H, Cerroni L (2009) Melan-A–Positive Pseudomelanocytic Nests’: A Pitfall in the Histopathologic and Immunohistochemical Diagnosis of Pigmented Lesions on Sun-Damaged Skin. Am J Dermatopathol 31:305–308PubMedCrossRef
91.
Maize JC Jr, Resneck JS Jr, Shapiro PE et al (2003) Ducking stray “magic bullets”: a Melan‑A alert. Am J Dermatopathol 25:162–165PubMedCrossRef
92.
Black WH, Thareja SK, Blake BP et al (2011) Distinction of melanoma in situ from solar lentigo on sun-damaged skin using morphometrics and MITF immunohistochemistry. Am J Dermatopathol 33:573–578PubMedCrossRef
93.
El Shabrawi-Caelen L, Kerl H, Cerroni L (2004) Melan-A: not a helpful marker in distinction between melanoma in situ on sun-damaged skin and pigmented actinic keratosis. Am J Dermatopathol 26:364–366PubMedCrossRef
94.
Bowen AR, Thacker BNP, Goldgar DE, Bowen GM (2011) Immunohistochemical staining with Melan‑A of uninvolved sun-damaged skin shows features characteristic of lentigo maligna. Dermatol Surg 37:657–663PubMedCrossRef
95.
Kim J, Taube JM, McCalmont TH, Glusac EJ (2011) Quantitative comparison of MiTF, Melan‑A, HMB-45 and Mel‑5 in solar lentigines and melanoma in situ. J Cutan Pathol 38:775–779PubMed
96.
Muzumdar S, Argraves M, Kristjansson A et al (2018) A quantitative comparison between SOX10 and MART‑1 immunostaining to detect melanocytic hyperplasia in chronically sun-damaged skin. J Cutan Pathol 45:263–268PubMedCrossRef
97.
Mu EW, Quatrano NA, Yagerman SE et al (2018) Evaluation of MITF, SOX10, MART‑1, and R21 immunostaining for the diagnosis of residual melanoma in situ on chronically sun-damaged skin. Dermatol Surg 44:933–938PubMedCrossRef
98.
Gradecki SE, Valdes-Rodriguez R, Wick MR, Gru AA (2021) PRAME immunohistochemistry as an adjunct for diagnosis and histological margin assessment in lentigo maligna. Histopathology 78:1000–1008PubMedCrossRef
99.
Lezcano C, Jungbluth AA, Nehal KS et al (2018) PRAME Expression in Melanocytic Tumors. Am J Surg Pathol 42:1456–1465PubMedPubMedCentralCrossRef
100.
Raghavan SS, Wang JY, Kwok S et al (2020) PRAME expression in melanocytic proliferations with intermediate histopathologic or spitzoid features. J Cutan Pathol 47:1123–1131PubMedCrossRef
101.
Wakefield C, O’Keefe L, Heffron CCBB (2023) Refining the application of PRAME‑a useful marker in high CSD and acral melanoma subtypes. Virchows Arch 483:847–854PubMedCrossRef
